Divide y vencerás: cómo analizar miles de imágenes de espermatozoides

M. en C. Arturo Matamoros Volante y Dra. Claudia L. Treviño

La historia de todos nosotros comenzó con la unión de dos células: el óvulo y el espermatozoide, células reproductoras producidas por la mujer y el hombre, respectivamente. Las palabras “unión entre dos células” suenan como si fuera algo muy sencillo, pero para que ésto ocurra, el óvulo y el espermatozoide deben tener un “diálogo” muy especial, es decir, tienen que tener un control a nivel molecular. Durante varios años, los integrantes del Consorcio de Fisiología del Espermatozoide del IBt, hemos dedicado nuestros esfuerzos a entender cómo el espermatozoide es capaz de lograr su cometido final: alcanzar y fecundar al óvulo.

Cabe destacar que el espermatozoide humano es una célula muy particular, ya que no sólo es la más pequeña de todo el cuerpo, sino también presenta una forma única -que es bastante peculiar, se mueve y es la única célula que realiza su función fuera del organismo donde fue creada. Los espermatozoides se producen masivamente y en una eyaculación se encuentran más de 40 millones de estas células. Todo esto hace que el espermatozoide (figura 1) sea una célula fascinante e intrigante, y al mismo tiempo, compleja de estudiar.

Dentro de las células exite el ácido desoxirribonucléico o ADN, el cual tiene las instrucciones para sintetizar proteínas, las cuales, dependiendo de su naturaleza, están encargadas de realizar diversas funciones dentro de la célula; pueden fungir como mensajeros químicos hasta convertirse en máquinas moleculares encargadas de mantener viva y estable a la célula.

Tradicionalmente, los biólogos celulares utilizan diversos métodos de biología molecular y genética para estudiar las funciones de las proteínas. Ejemplos de ellos son la inserción de genes externos a la célula, o el “silenciamiento” de genes internos. Sin embargo, el espermatozoide posee una capacidad muy limitada para producir nuevas proteínas, por lo que el uso de dichos métodos no aplica para el espermatozoide y hace aún más complejo su estudio.

Entonces ¿cómo es que esta célula ha sido estudiada por los científicos? La microscopía convencional ha sido el instrumento más socorrido para estudiar aspectos básicos como la morfología y la movilidad; a su vez, la microscopia de fluorescencia (mediante la aplicación de luz se producen colores en las moléculas), la usan para la medición de parámetros intracelulares fundamentales para su función, como por ejemplo: el nivel del ión calcio, la acidez de la célula (pH), o también los niveles de fosforilación de las proteínas (que es una manera de regular la actividad de las proteínas). Si bien la microscopía presenta muchas ventajas, como el observar las células directamente y en alta resolución, también presenta la desventaja de que sólo es posible analizar un número muy reducido de células (un par de centenas). Ultimamente, se ha utilizado la técnica de citometría de flujo que permite analizar parámetros intracelulares utilizando moléculas fluorescentes, pero a diferencia de la microscopía de fluorescencia, ésta puede analizar miles de células, aunque sin la capacidad de adquirir imágenes.

Dadas estas consideraciones, decidimos utilizar una metodología que mezclara lo mejor de los dos mundos: que nos permitiera adquirir información proveniente de miles de espermatozoides -como la citometría de flujo-, y al mismo tiempo evaluar parámetros a nivel subcelular -como la microscopía-. Para ello tenemos la fortuna de contar con un equipo que nos gusta llamar “microscopio de flujo”, el cual pertenece al Laboratorio Nacional de Microscopía Avanzada (LNMA) localizado dentro de las instalaciones del IBt (para mayores detalles sobre el LNMA, ver pág. 20 del número 1 de esta revista). De esta manera, desarrollamos una estrategia que nos permitió obtener información de un gran número de células y tener fotos de la más alta calidad posible de espermatozoides individuales (evitando restos o agregados celulares), y enfocados adecuadamente.

Una vez que resolvimos el primer problema metodológico, inmediatamente surgió el siguiente: cómo realizar mediciones a nivel subcelular en miles de imágenes de alta calidad y no morir en el intento. Utilizando herramientas de análisis de imágenes, un software poderoso y trabajo duro, logramos desarrollar una estrategia que nos permitió reconocer -de manera semiautomática-, las regiones subcelulares en los espermatozoides (cabeza, pieza media y pieza principal) en miles de imágenes (Figura 2). ¿Cuánto tiempo tomaría delimitar cada una de las regiones en el espermatozoide de manera manual? Seguramente muchos días y hasta años, por lo que gracias a este procesamiento, toma menos de 5 minutos analizar más de 10,000 fotografías de espermatozoides para obtener información a nivel subcelular.

¿Cuál es la relevancia de este desarrollo técnico? Nuestros resultados demuestran que la utilización de esta metodología es una herramienta muy poderosa puesto que se pueden medir parámetros que son relevantes para el funcionamiento natural del espermatozoide y que ocurren en regiones específicas de la célula. Recientemente, aplicamos nuestra metodología para demostrar cómo el pH intracelular cambia durante la llamada “capacitación” (proceso fundamental que se lleva a cabo tanto in vivo como in vitro, a través del cual un espermatozoide adquiere la capacidad para fecundar). Encontramos que ocurre un aumento en el pH en el interior celular, y que éste se da de manera diferencial a lo largo del espermatozoide, es decir, que en la región del flagelo el pH se comporta de una manera diferente al de la cabeza. Con la técnica implementada logramos bloquear el incremento del pH en la región del flagelo, no así el de la cabeza, con lo que comenzamos a determinar cuáles son las proteínas que se encargan de la regulación diferencial del pH en estos compartimentos. Tal es el caso de la proteína Hv1, cuya función consiste en liberar una gran cantidad de protones (H+, que acidifican el medio) al medio extracelular produciendo un aumento del pH en el interior de la célula. Gracias a estos experimentos, supimos que este aumento es esencial para que el espermatozoide desarrolle un tipo de movilidad denominada “hiperactivación”, que es indispensable para que un espermatozoide sea capaz de fecundar al óvulo.

Lo anterior demuestra la gran importancia de la estrategia desarrollada en nuestro trabajo, ya que puede ser utilizada en el campo de la fisiología espermática para obtener información multiparamétrica (es decir, de diferentes aspectos que se desee medir, analizar, etc.), a nivel subcelular y poblacional. Es una técnica poderosa para investigar vías de comunicación intracelular (llamada “transducción de señales”) que permitan generar conocimiento complementario que puede ser útil para el diagnóstico de problemas de fertilidad masculina, o bien, para el desarrollo de nuevas estrategias anticonceptivas.

Fuente: Revista Biotecnología en Movimiento

¿Ya conoces nuestro canal de YouTube? ¡Suscríbete!